Beziehungen der Aufnahme von Nitrat, Nitrit und Phosphat zur photosynthetischen Reduktion von Nitrat und Nitrit und zum ATP-Spiegel bei Ankistrodesmus braunii


Ullrich-Eberius, C.I.

Planta 115(1): 25-36

1973


The pH-dependence of NO 3 - and NO 2 - uptake is different from that of phosphate uptake, but similar to that of sulfate uptake, with optima between pH 7.4 and 8.2 and smaller peaks at higher H±concentration. Since the ATP-level is not affected by addition of ions and since phosphate uptake is not depressed by NO 3 -, the inhibition of phosphate uptake by K+ reported in former papers cannot be explained by competition for the available energy(ATP) at the site of uptake. NO 3 - uptake is strongly dependent on the activity of the NO 3 - reducting system, as can be seen from the inhibition of NO 3 - uptake in light by N2 compared with that in air. Furthermore, the pH-dependences of NO 3 - and NO 2 - uptake correspond to the pH-optima known for the reductases. Phosphate uptake is enhanced by NO 3 - and NO 2 - in N2. Since the enhancement of phosphate uptake is sensitive to DCMU and since this DCMU-sensitive phosphate uptake is accompanied by O2-evolution, it is probably due to an NO 3 - -stimulated noncyclic photophosphorylation which enhances the ATP-turnover and hence the incorporation of phosphate into organic compounds.

Planta
(Berl.)
115,
25-36
(1973)
©
by
Springer-Verlag
1973
Beziehungen
der
Aufnahme
von
Nitrat,
Nitrit
und
Phosphat
zur
photosynthetischen
Reduktion
von
Nitrat
und
Nitrit
und
zum
ATP-Spiegel
bei
Ankistrodesmus
braunii*
C.
I.
Ullrich-Eberius
Botanisches
Institut
der
Universität,
D-8700
Würzburg,
Bundesrepublik
Deutschland**
Eingegangen
am
14.
Juli
/
4.
September
1973
Correlation
of
the
Uptake
of
Nitrate,
Nitrite
and
Phosphate
to
the
Photosynthetic
Reduction
of
Nitrate
and
Nitrite
and
to
the
ATP-Level
in
Ankistrodesmus
braunii
Summary.
The
pH-dependence
of
NO3
and
NO
2
-
uptake
is
different
from
that
of
phosphate
uptake,
but
similar
to
that
of
sulfate
uptake,
with
optima
between
pH
7.4
and
8.2
and
smaller
peaks
at
higher
11+-concentration.
Since
the
ATP-level
is
not
affected
by
addition
of
ions
and
since
phosphate
uptake
is
not
depressed
by
NO
3
-
,
the
inhibition
of
phosphate
uptake
by
K+
re-
ported
in
former
papers
cannot
be
explained
by
competition
for
the
available
energy(ATP)
at
the
site
of
uptake.
NO,
-
uptake
is
strongly
dependent
an
the
activity
of
the
NO
3
-
reducing
system,
as
can
be
seen
from
the
inhibition
of
NO
3
-
uptake
in
light
by
N
2
compared
with
that
in
air.
Furthermore,
the
pH-dependences
of
NO
3
-
and
NO
2
-
uptake
correspond
to
the
pH-optima
known
for
the
reductases.
Phosphate
uptake
is
enhanced
by
NO3
and
NO
2
-
in
N2.
Since
the
enhancement
of
phosphate
uptake
is
sensitive
to
DCMU
and
since
this
DCMU-sensitive
phosphate
uptake
is
accompanied
by
O
r
evolution,
it
is
probably
due
to
an
NO,
-
-stimulated
noncyclic
photophosphorylation
which
enhances
the
ATP-turnover
and
hence
the
incorporation
of
phosphate
into
organic
compounds.
Einleitung
Die
energieabhängige
Phosphataufnahme
ist
bei
Ankistrodesmus
im
neutralen
und
alkalischen
pH-Bereich
sehr
niedrig,
kann
aber
durch
Na+
im
Gegensatz
zu
K+
beträchtlich
gefördert
werden
(Ullrich-Eberius
und
Simonis,
1970
b).
Um
zu
prüfen,
ob
negative
Festladungen
im
alkalischen
pH-Bereich
die
Phosphataufnahme
und
allgemein
die
*
Abkürzungen:
TCE
=
Trichloressigsäure
;
P
i
=
Orthophosphat
;
P
o
=
TCE-lös-
liche
organische
Phosphatverbindungen
;
P
u
=
T0E-unlösliche
Phosphatverbin-
dungen;
GP
=
Gesamtphosphat.
**
Neue
Adresse:
Botanisches
Institut
der
Technischen
Hochschule,
D-6100
Darm-
stadt,
Schnittspahnstr.
3-5,
Bundesrepublik
Deutschland.
26
C.
I.
Ullrich-Eberius
Anionenaufnahme
hemmen,
wurde
neben
der
Kationenaufnahme
bereits
die
des
Sulfates
untersucht
(Ullrich-Eberius,
1973).
Da
die
Sulfat-
aufnahme
weder
durch
Na+
noch
durch
K+
beeinflußt
wird
und
auch
ihre
pH-Abhängigkeit
grundsätzlich
anders
ist,
wurde
in
der
vorlie-
genden
Arbeit
zusätzlich
die
Nitrat-
und
Nitritaufnahme
untersucht,
zunächst
auf
ihre
Beeinflußbarkeit
durch
den
extracellulären
pH-Wert.
Die
Annahme
negativer
Festladungen
könnte
die
starke
pH-Ab-
hängigkeit
der
Phosphataufnahme
und
die
Förderung
durch
Kationen
wohl
ausreichend
erklären,
nicht
aber
die
andersartige
pH-Beeinfluß-
barkeit
der
Aufnahme
anderer
Anionen
und
auch
nicht
die
unter-
schiedliche
Empfindlichkeit
gegenüber
Na+
und
K.
Da
es
wahrschein-
lich
ist,
daß
die
Ionenaufnahme
ATP-abhängig
ist
(Jeschke,
1967
;
Weigl,
1967
;
Hill
und
Hill,
1973
;
Lüttge
und
Ball,
1973),
soll
in
der
vorliegenden
Arbeit
geprüft
werden,
ob
unterschiedliche
Ionen
wie
K+,
HP0
4
2-
und
NO,
-
während
der
Aufnahme
um
das
am
Aufnahmeort
oder
in
der
Gesamtzelle
verfügbare
ATP
konkurrieren
und
unter
bestimmten
Bedingungen
gegenseitig
ihre
Aufnahme
hemmen.
So
ließe
sich
die
K+-
Hemmung
der
Phosphataufnahme
erklären.
Schließlich
wird
versucht,
mit
Hilfe
der
Aufnahme
von
NO,
-
und
NO
2
-
,
deren
Reduktion
den
nicht-cyclischen
Elektronentransport
und
damit
die
nicht-cyclische
Photophosphorylierung
stimuliert
(Ullrich,
1971),
Einblick
in
die
Regulation
der
kurzfristigen
Aufnahme
meta-
bolisierbarer
Ionen
zu
erhalten.
Material
und
Methodik
Die
einzellige
Grünalge
Ankistrodesmus
braunii,
Stamm
202-7
c,
der
Algen-
sammlung
Pringsheim,
Göttingen,
wurde
in
Synchronkultur
nach
Domanski-Kaden
und
Simonis
(1972)
angezogen.
Für
die
NO
3
-
-
und
NO
2
-
-Aufnahmeversuche
wurden
die
Algen
zu
kurzfristiger
NO3-Verarmung
45
min
nach
Lichtbeginn
in
NO
3
-
-
und
P-freier
Nährlösung
90
min
unter
den
Versuchsbedingungen
belüftet.
Für
die
HP0
4
2-
-Aufnahme-
versuche
wurden
die
Algen
3
1
/
2
h
vor
Beginn
der
10stündigen
Dunkelperiode
in
P-freier
Nährlösung
suspendiert
und
45
min
nach
Lichtbeginn
für
weitere
90
min
in
Luft
zusätzlich
an
NO
3
-
verarmt.
Die
Ionenaufnahmereaktion
fand
in
einem
Foto-Warburg-Apparat
statt,
entweder
in
25-m1
Erlenmeyer-Gefäßen
auf
einem
Plexiglas-Schütteleinsatz
oder
in
Warburggefäßen,
die
über
Manometer
mit
N
2
oder
Luft
begast
wurden.
Die
NO3-
und
NO2-Aufnahme
wurde
in
Luft
durch
Zugabe
der
vorbelichteten
Algen
in
das
vollständige
Reaktionsgemisch
gestartet.
Die
NO,
-
-Aufnahme
in
N
2
und
alle
HP0
4
2-
-Aufnahmeversuche
begannen
nach
20
min
Vorbegasung
mit
N
2
oder
Luft
durch
Einkippen
der
NO3-Lösung
oder
der
mit
32
P-markierten
HP0
4
2-
-Lösung
aus
einer
Seitenbirne
der
Gefäße.
NO3
war
in
den
HP0
4
2-
-Versuchen
entweder
seit
Begasungsbeginn
im
Ansatz
oder
wurde
mit
dem
HP0
4
2-
gemeinsam
nach
Vorbegasung
zugegeben.
Die
Versuchsbedingungen
waren
in
allen
Versuchen
30°
C,
17
klx
oder
Dunkel.
Die
Inkubationslösung
(5
ml)
enthielt
zusätzlich
zu
den
in
den
Legenden
angegebenen
Ionenkonzentrationen
:
200
p.M
MgSO
4
,
20
ti.31
CaC12,
Aufnahme
von
Nitrat
usw.
bei
Ankistrodesmus
27
0,7
(IM
ZnSO
4
,
in
den
NO
3
-
-
und
NO2-Versuchen
außerdem
noch
10
LA/
HP0
4
2-
und
2
mM
NaCl.
Bei
Variation
der
NO3-Konzentration
wurde
der
Na+-Gehalt
in
allen
Proben
mit
NaC1
auf
10
mM
Na+
konstant
gehalten.
Die
Aufnahmereaktion
wurde
durch
rasches
Absaugen
der
Algen
auf
Membran-
filtern
oder
2
Papierfiltern
beendet.
Nach
HP0
4
2-
-Versuchen
wurden
die
Algen
mit
1
mM
Nal-41
3
0
4
und
11
2
0
nachgewaschen.
Der
Gehalt
an
32
P
wurde
nach
Veraschen
der
Filter
im
Scintillationsspektrometer
bestimmt
oder
nach
Extraktion,
mit
5%
TCE
nach
Yanagita
(1964)
in
Einzelfraktionen
aufgetrennt
und
ent-
sprechend
gemessen.
Der
restliche
NO,
-
-Gehalt
im
Filtrat
wurde
mit
dem
Brucin-Reagens
nach
Lange
(1952)
bei
405
nm
und
der
NO
2
-
-Gehalt
mit
Hilfe
des
Ilosvay-Reagens
bei
546
nm
colorimetrisch
bestimmt.
Der
ATP-Spiegel
in
den
Algen
wurde
nach
In-
kubation
in
einem
„Lollipop"
und
nach
Abtöten
durch
kalte
HC10
4
(6%
)
mit
der
Luciferin-Luciferase-Methode
nach
Welsch
und
Smith
(1969)
und
Strehler
(1970)
gemessen
(s.
Urbach
und
Gimmler,
1970).
Alle
Ergebnisse
wurden
auf
den
Chlo-
rophyllgehalt
der
Algen
bezogen.
Ergebnisse
1.
NO3-Aufnahme
NO
3
-
wird
bei
Ankistrodesmus
in
Abhängigkeit
von
der
Zeit
in
Luft
mit
ähnlicher
Rate
(8
p.,Mol
NO3/mg
Chl
.11.
aus
0,1
mM
NO
3
-
)
wie
11
2
PO4
(Ullrich-Eberius,
1973)
und
quantitativ
aus
der
Nährlö-
sung
aufgenommen
(Abb.
1A).
Gleichzeitig
werden
5-10
%
des
auf-
genommenen
NO3
als
NO2-
so
lange
in
die
Nährlösung
abgegeben,
bis
dieses
wegen
Substratmangel
statt
des
NO3
ebenfalls
wieder
quantitativ
aufgenommen
wird
(Abb.
1A,
2).
N
2
hemmt
im
Unterschied
zur
HP0
4
2-
-
Aufnahme
(Abb.
6)
die
NO3-Aufnahme
auf
10
%
der
Rate
gegenüber
Luft
(Abb.
1
A).
Entsprechend
der
gehemmten
NO3-Aufnahme
wird
NO2-
in
kaum
noch
nachweisbaren
Mengen
ins
Medium
abgegeben.
90
min
Vorbehandlung
der
Algen
mit
0,2
M
Glucose
fördert
im
Licht
die
NO3-Aufnahme
in
N
2
von
1,2
auf
3,0
t/Mol
NO,
-
/mg
Chl
h.
Bei
hoher
NO3-Konzentration
(10
mM)
wird
in
Luft
zunächst
trotz
90
min
Verarmung
der
Zellen
NO3
in
die
Nährlösung
abgegeben
(Abb.
1B,
vgl.
Morgan
et
al.,
1973).
Im
linearen
Bereich
der
anschließen-
den
NO3-Aufnahme
beträgt
die
Rate
50
ilMol
NO,
-
/mg
Chl
h.
Da-
gegen
bleibt
die
Abgabe
von
NO2-
in
der
gleichen
Größenordung
von
0,6
p,Mol
NO2/mg
Chl
-11
wie
bei
der
niedrigeren
Außenkonzentration.
In
N
2
sind
die
Schwankungen
der
NO3-Aufnahme
so
groß,
daß
die
mit
der
Brucin-Methode
erzielten
Ergebnisse
nicht
abgesichert
werden
konnten
(Abb.
1B).
Sie
liegen
etwa
in
der
gleichen
Größenordnung
wie
in
Luft.
Auch
die
NO2-Abgabe
ist
bei
der
hohen
NO3-Konzentration
in
N
2
gleich
der
in
Luft
(Abb.
1B).
NO3
wird
in
Abhängigkeit
vom
extracellulären
pH-Wert
ähnlich
wie
50
4
2-
aufgenommen,
mit
einem
Optimum
zwischen
pH
7,4
und
8,2
und
mit
einer
Schulter
im
sauren
Bereich
(Abb.
2).
Im
Dunkeln
ist
[NO
-
3
=
10
mM]
c,
0
o
Luft
N
_
11\2
3
-
A
N
2
Luft
}
NO
_
2
pMat
NO;
B
m
g
Cht•
,.-50pMot
NO3im
9
Ch!
h
=
0
,
1
m
0
0
0
0
pMot
NO;
im
g
Ch[
h
o-0,64
P
Mal
NO
-
irn
g
Cht
h
U
0
T
-a
.7
N
.
p=
0,66
pMcA
NO2
/
m
g
Chl
h
A
z
A
0,18
-
30
20
0
<
10
-
0
z
idv)
-
6
10
a.)2
28
C.I.
Ullrich-Eberius
2
5
10
20
30
min
45
Abb.
1.
Zeitabhängigkeit
der
NO,
---
-Aufnahme
und
NO,
--
-Abgabe
im
Licht,
in
Luft
und
N
2
.
10
mM
Tris/HC1-Puffer
pH
8,
200
[ig
Chlorophyll.
Ausgangskon-
zentration
A
0,1
mM
NaNO
3
,
nach
15
min
verbraucht,
B
10
mM
NaNO
3
die
NO,
-
-Aufnahme
bei
pH
8
(10
min)
bis
auf
14%
der
Lichtrate
er-
niedrigt.
Das
Optimum
liegt
hier
bei
pH
6.
Die
nach
10
min
Aufnahme-
zeit
noch
erkennbare
Schulter
bei
pH
7,5
ist
nach
20
min
ausgeglichen
(Abb.
2).
Die
NO,
-
-Abgabe
nimmt
wie
die
NO
3
-
-Aufnahme
im
Licht
mit
stei-
gendem
pH-Wert
zu,
jedoch
ohne
Schulter
im
sauren
Bereich.
Während
maximaler
NO,
-
-Aufnahme
wird
bei
pH
8
und
nach
vollständigem
NO,
-
-Verbrauch
(10-20
min)
auch
das
abgegebene
NO
2
-
wieder
auf-
genommen.
2.
NO2-Aufnahme
NO2
wird
ebenfalls
quantitativ
aus
der
Nährlösung,
aber
mit
hö-
herer
Geschwindigkeit
als
NO3
aufgenommen
(25
(.1Mol
NO2/mg
Chl
h,
aus
90
ti,M
NaNO
2
,
Abb.
3,
links).
Das
Optimum
liegt
wie
bei
der
NO,
-
-Aufnahme
im
Licht
bei
pH
7,8
(Abb.
3,
rechts),
ein
zweites
dagegen
im
stärker
sauren
Bereich
bei
.--0 -0
0
Licht
5
min
0
0
0
°
Licht
10
min
0
Licht
2
Omin
19
17
15
1
.c
3
11
rn
E
?
Er
9
_c
Z
2
-
Ei
"5"
2
m_
3
-
eL
::"
--
-6-
-
-
-
-
Dunkel
10min
1
-
Dunkel
2
Omin-
0
Aufnahme
von
Nitrat
usw.
bei
Ankistrodesmus
29
-5
0,1
-
_°__°,
"_""c
"
c.)
-
'aLicht
20
min-
\
?0,3-
I
CNI
Licht
10
min
&
9
0,5-
<
±-)
5
6
7
8
9
pH
Abb.
2.
pH-Abhängigkeit
der
NO,
-
-Aufnahme
und
NO
2
-
-Abgabe
in
Luft.
10
mM
KH-Phthalat/Tris-Puffer,
0,1
mM
NaNO
3
,
200
ti.g
Chlorophyll
pH
4.
Im
Dunkeln
ist
die
NO
2
-
-Aufnahme
auf
ähnliche
Raten
von
3-5
ti,Mol
NO,
-
/mg
Chl
.11
wie
die
NO3-Aufnahme
herabgesetzt.
Das
Aufnahmeoptimum
liegt
im
Dunkeln
zwischen
pH
4,5
und
5.
3.
Beziehungen
zwischen
A
T
P-
und
Phosphatspiegel
und
der
Ionen,aufnahme
Zugaben
von
gepuffertem
Na
2
HPO
4
verschiedener
Konzentrationen
in
eine
Algensuspension,
die
sich
im
stationären
Zustand
der
Photo-
phosphorylierung
befindet,
beeinflussen
weder
in
Luft
noch
in
N
2
die
Höhe
des
ATP-Spiegels,
auch
nicht
innerhalb
der
ersten
60
sec.
Eben-
sowenig
zeigen
sich
Veränderungen
nach
Zugabe
von
KCl
oder
NaNO
3
(Abb.
4).
In
Tabelle
1
ist
die
11P0
4
2-
-Aufnahme
und
-Verteilung
in
die
wich-
tigsten
Fraktionen
von
Algen
dargestellt,
die
nur
1
h
in
Luft
an
Phosphat
verarmt
wurden.
Die
Aufnahmerate
beträgt
nur
2,6
%
im
Vergleich
zu
länger
verarmten
Algen
(Abb.
7
und
8).
Kationen
haben
keinen
Einfluß
auf
diese
geringe
HP0
4
2-
-Aufnahme.
60
%
des
Phosphates
akkumulieren
in
der
P
1
-Fraktion,
während
bei
länger
verarmten
Algen
ÄN0
2
-
90
pM
pMot
NO 2
mg
Cht
0
..
,...-0
0-
-50
p
Mol
NO2
mg
Cht
h
-40
0
/
0
A
0
2
min
_
Licht
-30
-
20
2
-10
.-
26
p
Mot
NO;
/mg
Cht•
h
i
5
10
min
15
\
o
-
4
min
...„
,..--4,-...,.........
Dunkel
,
1
e•-•--e--•—•
20
min
3
4
5
6
7
8
9
pH
o
0
20-
HP0
4
2
,
NO
-
,
K
+,
H
2
0
0
I
II
1
I
',
l
ir
n
Mol
ATP/mg
Chl
2-
-
t
1
MM
HPO
4
N
2
_
10
mM
NOi
N
2
_
1
mM
HP0
4
2
Luft_
0
H
2
0
Luft
-
0,1mM
K
+
2
..uft
-
8
0,05mM
HPO,Luft
H
P
"Luft_
--e:
.
8
O
00
o
110
100
i-
90>
100
-
8=9
-
80
-
0-0
0-e-
60
40
30
C.I.
Ullrich-Eberius
Abb.
3.
Links:
Zeitabhängigkeit
der
NO
2
-
-Aufnahme
in
Luft.
10
mM
Tris/HC1-
Puffer
pH
8;
90
iM
NaNO
2
,
nach
10
min
verbraucht;
150
p.g
Chlorophyll.
Rechts:
pH-Abhängigkeit
der
NO,
-
-Aufnahme
in
Luft.
10
mM
KH-Phthalat/HC1-
KHPhthalat/Tris-Puffer,
100
[IM
NaNO
2
,
150
1.1.g
Chlorophyll
-2
-1
0
1
2
5
10
min
Abb.
4.
Wirkung
von
Na
2
HPO
4
,
KCl
und
NaNO
3
auf
den
ATP-Spiegel
im
Licht.
PILuft:
Algen
normal
an
P
verarmt
und
vor
der
Ionenzugabe
45
min
in
Luft
vorbelichtet,
10
mM
MES/Tris-Puffer
pH
6.
P/N
2
:
P-verarmte
Algen,
30
min
im
Licht
vorbelüftet,
45
min
mit
N
2
vorbegast,
3
mM
Tris/HC1-Puffer
pH
8.
NO3/N
2
:
P-verarmte
Algen
30
min
zusätzlich
im
Licht
und
in
Luft
an
NO
3
-
verarmt,
45
min
mit
N
2
vorbegast,
3
mM
Tris/HC1-Puffer
pH
8.
K+
I
Luft:
Algen
nur
an
KA
-
verarmt,
sonstige
Bedingungen
wie
P/Luft-Versuche.
100
il
gepufferte
Ionenlösung
wurden
zum
Zeitpunkt
0(Pfeil)
zugegeben,
40
ti.g
Chlorophyll/1-ml
Entnahme
nach
ebenfalls
2
min
Aufnahmezeit
73
%
des
Phosphates
in
organische
und
unlösliche
Verbindungen
eingebaut
werden
(Ullrich-Eberius
und
Simonis,
1970
a).
Aufnahme
von
Nitrat
usw.
bei
Ankistrodesmus
31
Tabelle
1.
HP0
4
2-
-Aufnahme
bei
1
h
P-verarmten
Algen,
Licht,
Luft;
50
mM
Tris/
HCl
pH
8;
1
mM
NaCl,
KC1,
CaC1
2
oder
Tris/HC1,
5
ii.M
Na
2
HPO
4
+
30
ii.Ci
32
P,
50
p.g
Chlorophyll,
2
min
Einlagerungszeit.
n
Mol
HP0
4
2-
/mg
Chl
x
h
GP
Po
P
i
Pu
NaCl
164
35
94
35
KCl
160
27
100
33
CaC1
2
178
34
102
42
HCl/Tris
186
35
111
40
800
600
400
200
n
Mol
HP0
4
2-
mg
Cht
+NO3
,
Luft
un
+
N10,
-
,
N
2
NO3,
Luf
t
''
[P+
NOi]
N,
/7
0
/
ä
A
NO
3
,
N
2
0
2
4
6
8
10
min
Abb.
5.
Zeitabhängigkeit
der
NO,
-
-geförderten
HP0
4
2-
-Aufnahme
im
Licht.
10
mM
Tris/HC1-Puffer
pH
8,
10
mM
NaNO
3
,
100
ii.M
Na
2
HPO
4
+
6
t.e.Ci
32
P,
[P
+
NO3]
=
gleichzeitige
Zugabe
nach
Vorbegasung,
45
lig
Chlorophyll
4.
NO,
-
-geförderte
HP0
4
2-
-Aufnahme
Um
festzustellen,
ob
der
ATP-Spiegel
nach
Abb.
4
hauptsächlich
nur
den
der
Chloroplasten
darstellt
oder
ob
ein
kleiner
separater
Energie-Pool
am
Plasmalemma
für
die
Ionenaufnahme
begrenzend
werden
kann,
wurde
NO3
als
konkurrierendes
Ion
zum
HP0
4
2-
während
der
Aufnahme
gewählt.
NO3
hemmt
jedoch
die
HP0
4
2-
-Aufnahme
nicht,
sondern
fördert
sie
(Abb.
5).
Die
Stimulierung
wird
mit
zunehmender
Inkubationsdauer
größer,
so
daß
keine
kooperative
Förderung
der
Anionenaufnahme
die
Ursache
sein
kann
(vgl.
auch
Abb.
6,
Dunkel,
N2).
Licht
6
[unke[
5
Mal
HP0
4
2-
mg
Chl
h
4
3
2
32
C.
I.
Ullrich-Eberius
*NO3
-
+
NC)
-
+NO3
-
+
NO3—
N
2
Luft
N
2
Luft
Abb.
6.
Förderung
der
HP0
4
2-
-Aufnahme
im
Dunkeln
und
im
Licht,
in
N
2
und
in
Luft.
10
mM
Tris/HC1-Puffer
pH
8;
10
mM
NaNO
3
,
1001./M
Na
2
HPO
4
+
5
Li.Ci
32
P,
45
p.g
Chlorophyll,
5
min
Aufnahmezeit
p
Mol
HP0
4
2-
/
'
,,
6
_
mg
Cht•
h
/
7
GP
5
,,
:
0
7
0
e
10
NM
HP0
2
4
-
4
-
7
-
c,1
GP
+
NO
2
-
3
4
-
1
J
a
c'
100pM
HP0
4
2
'
in.e!---
GP
*^
2
-
A
4
,,!
--
„---,
A
p
/'
v
'0
0
- 4
1
P.
0
0,1
1
0,3
1
1
3
10
30
mM
NO
3
-
Abb.
7.
Abhängigkeit
der
HP0
4
2-
-Aufnahme
von
der
NO,
-
-
und
NO
2
-
-Konzen-
tration
im
Licht.
10
mM
Tris/HC1
pH
8;
10
und
100
lLM
Na
g
HPO
4
+
30
32
P,
40
[ig
Chlorophyll,
5
min
Einlagerungszeit
Da
die
Förderung
auch
nicht
wie
die
Na+-Förderung
der
11P0
4
2-
-Auf-
nahme
innerhalb
der
ersten
5
sec
der
Aufnahme
eintritt
(Ullrich-Eberius,
1973),
ist
anzunehmen,
daß
sie
über
den
Zellstoffwechsel
verursacht
wird.
Die
NO,
-
-Förderung
ist
nur
im
Licht
und
in
N
2
deutlich
ausgeprägt
(Abb.
6)
und
hier
am
stärksten,
wenn
NO
3
-
bei
Beginn
der
N
2
-Begasung
zugegeben
wird,
geringer
bei
gleichzeitiger
Gabe
von
NO3
und
HP0
4
2-
(Abb.
5).
Die
11P0
4
2-
-Aufnahme
in
N
2
in
Gegenwart
von
NO
3
-
ist
etwa
gleich
der
in
Luft
ohne
NO3.
In
Luft
hat
NO3
nur
noch
geringe
Wirkung
(Abb.
5
und
6).
Maximale
Förderung
wird
bei
10
wie
bei
100
ci,M
HP0
4
2-
durch
10
mM
NO
3
-
oder
NO2
erreicht
(Abb.
7).
Das
vermehrt
,e--1
0-1
V
1
0
P
u
Aufnahme
von
Nitrat
usw.
bei
Ankistrodesmus
33
p
Mo(
HP0
4
2
287
6
mg
CM
h
5
203
183
4
3
2
5pM
DCMU
1
lOpM
DCMU
0
+
+
DCMU
0
0,3
1
3
10
mM
N0
Abb.
8.
Wirkung
von
5
oder
10
p.M
DCMU
auf
die
NO3-abhängige
HP0
4
2-
-Auf-
nahme
in
N
2
im
Licht.
10
mM
Tris/HC1
pH
8;
10
tiM
Na
2
HPO
4
-1-
20
p.Ci
32
P,
in
allen
Proben
1%
Äthanol,
20
min
+
DCMU
in
N
2
vorbelichtet.
Zahlenwerte
über
den
weißen
Säulen
geben
NO,
-
-Förderung
in
%
der
Kontrolle
ohne
NO
3
-
an.
50
p.g
Chlorophyll,
3
min
Einlagerungszeit
aufgenommene
HP0
4
2-
verteilt
sich
innerhalb
der
5
min
Aufnahmezeit
annähernd
gleichmäßig
auf
die
wichtigsten
Phosphatfraktionen
(Abb.
7).
Der
NO,
-
-abhängige
Anteil
der
HP0
4
2-
-Aufnahme
ist
durch
5
oder
10
p,M
DCMU
(3'-(3,4-Dichlorphenyl)-1,1'-dimethy]harnstoff)
in
N
2
hemmbar
(Abb.
8).
Diskussion
Die
Annahme,
daß
negative
Festladungen
pflanzlicher
Zellwände
oder
Membranen
die
Ionenaufnahme
im
alkalischen
pH-Bereich
primär
begrenzen
können
(Ullrich-Eberius,
1973),
läßt
sich
wegen
der
unter-
schiedlichen
pH-Abhängigkeit
der
Aufnahme
ein-
und
zweiwertiger
Anionen
wie
NO3,
NO
2
-
,
H
2
PO
4
-
,
HP0
4
2-
und
50
4
2-
bei
Ankistrodesmus
nicht
verallgemeinern.
Die
Wirkung
solcher
Festladungen
scheint
auf
niedrige
Ionenkonzentrationen
(Pitman,
1964),
auf
kurze
Auf-
nahmezeiten
(Abb.
2
und
Ullrich-Eberius,
1973)
und
auf
die
Na+-beein-
flußte
HP0
4
2-
-Aufnahme
beschränkt
zu
sein
(Ullrich-Eberius
und
Simonis,
1970b).
Daß
die
K+-Hemmung
der
HP0
4
2-
-Aufnahme
am
Plasmalemma
durch
Konkurrenz
um
ATP
bedingt
sein
könnte,
wird
durch
die
dargestellten
Ergebnisse
(Abb.
4-7)
ausgeschlossen.
Aus
dem
unterschiedlichen
Verlauf
der
NO3-
und
HP0
4
2-
-Aufnahme
unter
vergleichbaren
Bedingungen
wird
deutlich,
daß
auch
bereits
die
kurzfristige
Aufnahme
(2-20
min)
der
metabolisierbaren
Ionen
aus
verdünnten
Lösungen
(10
100
p,M)
nicht
allein
vom
Energiean-
3
Planta
(Berl.),
Vol.
113
34
C.I.
Ullrich-Eberius
gebot,
sondern
in
hohem
Maße
vom
Verbrauch
innerhalb
der
Zelle
re-
guliert
wird.
Die
NO,
-
-Reductase
wird
im
Licht
wie
im
Dunkeln
durch
Anaero-
biose
inaktiviert
(Maldonado
et
al.,
1973).
Bei
Ankistrodesmus
ist
bei
gleich
hohem
ATP-Spiegel
im
Licht
(Abb.
4,
100
n
Mol
ATP/mg
Chl
in
Luft
wie
in
N
2
)
die
HP0
4
2-
-Aufnahme
in
Luft
ebenso
hoch
wie
in
N
2
in
NO3-Gegenwart
(Abb.
6).
Die
NO,
-
-Aufnahme
dagegen
ist
in
N
2
gegenüber
Luft
stark
erniedrigt
(Abb.
1).
Die
Hemmung
kann
nicht
auf
einer
Atmungshemmung
beruhen,
da
die
NO,
-
-Aufnahme
auch
in
Luft
im
Dunkeln
niedriger
als
im
Licht
ist
(Abb,
2).
Vorbehandlung
mit
Glu-
cose
regt
die
NO,
-
-Aufnahme
im
Licht
in
N
2
wieder
an.
Diese
starke
N
2
-Empfindlichkeit
spricht
für
eine
enge
Koppelung
der
aktiven
NO,
-
-
Aufnahme
an
die
NO,
-
-Reductase.
Die
Übereinstimmung
der
pH-
Abhängigkeit
der
NO,
-
-
und
NO,
-
-Aufnahme
im
Licht
(Abb.
2
und
3)
mit
den
pH-Optima
der
NO3-
und
NO,
-
-Reductasen
von
Spinat
und
Chlorella
fusca
zwischen
pH
7,1
und
7,8
(Losada,
1966;
Zumft,
1970)
stützt
diese
Annahme.
Auch
die
große
Lichtförderung
der
NO,
-
-Auf-
nahme
(Abb.
3)
deutet
auf
eine
direkte
Steuerung
durch
die
in
den
Chloroplasten
ablaufende
NO,
-
-Reduktion
hin.
Schließlich
hat
die
NO,
-
-Reductase
einen
höheren
K
m
-Wert
für
NO,
-
als
die
NO2Reduc-
tase
für
NO,
-
(Losada,
1966),
was
die
Ursache
für
die
größere
Auf-
nahmerate
von
NO2
gegenüber
NO3
sein
könnte
(Abb.
1
und
3).
Auch
für
die
kurzfristige
aktive
Phosphataufnahme
kann
ein
di-
rekter
Zusammenhang
mit
der
Metabolisierung
festgestellt
werden.
Die
Ergebnisse
zeigen,
daß
NO3
im
Licht
nur
in
N
2
die
11P0
4
2-
-Auf-
nahme
steigert
(Abb.
6).
Diese
Förderung
scheint
an
die
Aktivität
der
NO,
-
-Reductase
geknüpft
zu
sein.
Die
Reduktion
von
NO3
er-
möglicht
eine
photosynthetische
0
2
-Entwicklung
auch
in
N
2
(Ullrich
1971),
die
bei
der
gleichen,
hohen
NO,
-
-Konzentration
optimal
ist
(Ullrich,
unveröffentlicht)
wie
die
HP0
4
2-
-Aufnahme
(Abb.
7).
Die
NO,
-
-abhängige
HP0
4
2-
-Aufnahme
ist
DCMU-hemmbar
(Abb.
8)
wie
die
0
2
-Entwicklung.
NO3
beschleunigt
mit
dem
nicht-cyclischen
Elektro-
nentransport
die
nicht-cyclische
Photophosphorylierung
(Ullrich,
1971).
Da
der
ATP-Spiegel
in
N
2
wie
in
Luft
die
gleiche
Höhe
hat
(Abb.
4),
ist
anzunehmen,
daß
nicht
das
gesteigerte
Energieangebot
die
Phos-
phataufnahme
anregt,
sondern
der
vermehrte
ATP-Umsatz
den
Verbrauch
an
P
i
erhöht,
durch
Phosphorylierung
und
weiteren
Einbau
in
Nuclein-
säuren
und
Polyphosphate.
Die
Konzentration
des
Nucleinsäure-
und
Polyphosphates
in
der
Zelle
scheint
eine
weitere
große
Bedeutung
für
die
Regulation
der
Phos-
phataufnahme
zu
haben.
Nur
Algen,
deren
Nucleinsäure-
und
Poly-
phosphatspiegel
erniedrigt
ist,
also
Algen,
die
länger
als
1
h
phosphat-
verarmt
wurden,
nehmen
Phosphat
in
größeren
Raten
auf
(Tabelle
1
Aufnahme
von
Nitrat
usw.
bei
Ankistrodesmus
35
und
Ullrich,
1972;
Aitchison
und
Butt,
1973),
auch
wenn
der
P
i
-Spiegel
bereits
wieder
so
hoch
wie
der
unverarmter
Zellen
ist
(Ullrich,
1972).
Der
Deutschen
Forschungsgemeinschaft
danke
ich
sehr
für
die
Finanzierung
dieser
Untersuchungen,
Herrn
Prof.
Dr.
W.
Simonis
für
anregende
Diskussionen
und
Frau
Dorothee
Heß
für
ihre
sorgfältige
technische
Mitarbeit.
Literatur
Aitchison,
P.A.,
Butt,
V.
S.:
The
relation
between
the
synthesis
of
inorganic
polyphosphate
and
phosphate
uptake
by
Chlorella
vulgaris.
J.
exp.
Bot.
24,
497-510
(1973)
Domanski-Kaden,
J.,
Simonis,
W.:
Veränderungen
der
Phosphatfraktionen,
be-
sonders
des
Polyphosphates,
bei
synchronisierten
Ankistrodesmus
braunii-
Kulturen.
Arch.
Mikrobiol.
87,
11-28
(1972)
Hill,
B.
S.,
Hilf,
A.
E.
:
ATP-driven
chloride
pumping
and
ATPase
activity
in
the
Limonium
salt
gland.
J.
Membrane
Biol.
12,
145-158
(1973)
Jeschke,
W.
D.:
Die
cyclische
und
nichtcyclische
Photophosphorylierung
als
Energiequellen
der
lichtabhängigen
Chloridionenaufnahme
bei
Elodea.
Planta
(Berl.)
73,
161-174
(1967)
Lange,
B.:
Kolorimetrische
Methoden.
Weinheim
:
Verlag
Chemie
1952
Losada,
M.:
Nitrate
assimilation
in
a
reconstituted
chloroplast
system.
In:
Cur-
rents
in
photosynthesis,
p.
431-439,
Thomas,
J.
B.,
Goedheer,
J.C.,
eds.
Rottderdam
:
AD.
Donker
1966
Lüttge,
U.,
Ball,
E.:
Ion
uptake
by
slices
from
greening
etiolated
barley
and
maize
leaves.
Plant
Science
Letters
(Elsevier)
1,
275-280
(1973)
Maldonado,
J.M.,
Herrera,
J.,
Paneque,
A.,
Losada,
M.:
Reversible
inactivation
by
NADH
and
ADP
of
Chlorella
lusca
nitrate
reductase.
Biochem.
biophys.
Res.
Commun.
51,
27-33
(1973)
Morgan,
M.A.,
Volk,
R.
J.,
Jackson,
W.
A.:
Simultaneous
influx
and
efflux
of
nitrate
during
uptake
by
perennial
ryegrass.
Plant
Physiol.
51,
267-272
(1973)
Pitman,
M.
G.:
The
effect
of
divalent
cations
an
the
uptake
of
salt
by
beetroot
tissue.
J.
exp.
Bot.
15,
444-456
(1964)
Ullrich,
W.
R.:
Nitratabhängige
nichtcyclische
Photophosphorylierung
bei
An-
kistrodesmus
braunii
in
Abwesenheit
von
CO,
und
0
2
.
Planta
(Berl.)
100,
18-30
(1971)
Ullrich,
W.
R.:
Untersuchungen
über
die
Raten
der
Polyphosphatsynthese
durch
die
Photophosphorylierung
bei
Ankistrodesmus
braunii.
Arch.
Mikrobiol.
87,
323-339
(1972)
Ullrich-Eberius,
C.
I.
:
Die
pH-Abhängigkeit
der
Aufnahme
von
H
2
PO
4
-
,
50
4
2-
,
Na+
und
K+
und
ihre
gegenseitige
Beeinflussung
bei
Ankistrodesmus
braunii.
Planta
(Berl.)
109,
161-176
(1973)
Ullrich-Eberius,
C.I.,
Simonis,
W.:
Der
Einfluß
von
Natrium-
und
Kalium-Ionen
auf
die
Photophosphorylierung
bei
Ankistrodesmus
braunii.
Planta
(Berl.)
92,
358-373
(1970a)
Ullrich-Eberius,
C.I.,
Simonis,
W.:
Der
Einfluß
von
Natrium-
und
Kaliumionen
auf
die
Phosphataufnahme
bei
Ankistrodesmus
braunii.
Planta
(Berl.)
93,
214-226
(1970b)
3*
36
C.
I.
Ullrich-Eberius
Urbach,
W.,
Gimmler,
H.:
Das
Verhalten
der
cyclischen
und
nichtcyclischen
Phosphosphorylierung
während
des
Entwicklungscyclus
von
Ankistrodesmus
braunii.
Ber.
dtsch.
bot.
Ges.
83,
439-442
(1970)
Weigl,
J.:
Beweis
für
die
Beteiligung
von
beweglichen
Transportstrukturen
(Trä-
gern)
beim
Ionentransport
durch
pflanzliche
Membranen
und
die
Kinetik
des
Anionentransportes
bei
Elodea
im
Licht
und
Dunkeln.
Planta
(Berl.)
75,
327-342
(1967)
Yanagita,
T.:
Successive
determination
of
the
free,
acid-labile
and
residual
phos-
phates
in
biological
systems.
J.
Biochem.
(Tokyo)
55,
260-268
(1964)
Zumft,
W.
G.:
Reinigung
und
Eigenschaften
der
Nitratreductase
und
Nitritreductase
von
Chlorella
fusca.
Diss.
Erlangen,
1970